細(xì)胞固定和通透

為達(dá)到*的檢測(cè)效果，細(xì)胞需要經(jīng)過(guò)固定和通透。這些步驟非常關(guān)鍵，細(xì)胞和抗原需要保證*的結(jié)構(gòu)，并利于抗體與抗原結(jié)合。通常情況下，需要通過(guò)以下步驟得以實(shí)現(xiàn)：細(xì)胞用2%-4%多聚甲醛固定，之后用0.1%皂角苷或0.02%的Triton X-100進(jìn)行通透。前者是比較溫柔的處理，但是對(duì)于核內(nèi)抗原可能無(wú)效，需要用到Triton。使用皂角苷進(jìn)行通透時(shí)，要注意它會(huì)引起細(xì)胞膜的可逆性通透，也就是除了在通透初期，在每個(gè)抗體孵育環(huán)節(jié)都需要進(jìn)行通透。另外，細(xì)胞可以用冰甲醇進(jìn)行同時(shí)固定和通透，可以避免去垢劑的使用。

抗體特異性

免疫熒光需要用到特異性非常強(qiáng)的抗體，可以避免高背景和不理想的蛋白定位結(jié)果。在大多數(shù)情況下，純化抗體的效果很好，但是正確的對(duì)照可以幫助定位抗原。使用只有二抗染色的片子作為陰性對(duì)照，有利于減少降低背景干擾。

合適的抗體稀釋比例

通過(guò)優(yōu)化抗體稀釋比例來(lái)優(yōu)化染色，通常情況下1ug/ml的純化抗體或者1:100-1:1000的抗血清足夠達(dá)到特異性染色的結(jié)果。但在能保證低背景染色的前提下，可以通過(guò)增加濃度來(lái)提高信號(hào)強(qiáng)度。如果是*次使用該抗體或測(cè)定某抗原，強(qiáng)烈建議濃度梯度實(shí)驗(yàn)。

優(yōu)化緩沖液和封閉劑

盡管很多抗原在常見(jiàn)的Buffer如PBS中可以很好的被染色，但是對(duì)于某些目的抗原，更換一下含有不同離子的緩沖液，比如鈣、鎂、鉀等，可以帶來(lái)很大程度上的改善。Rockland可提供優(yōu)化過(guò)的IHC用封閉緩沖液，同樣適用于熒光染色實(shí)驗(yàn)。

選擇正確的二抗

如果您需要做免疫實(shí)驗(yàn)，我們強(qiáng)烈建議您選擇進(jìn)行過(guò)預(yù)吸附的二抗進(jìn)行單染實(shí)驗(yàn)；如果是雙重甚至是多重染色，那么必須使用預(yù)吸附的二抗。同時(shí)，請(qǐng)優(yōu)先選擇來(lái)自同一物種的二抗。

使用合適的細(xì)胞密度

選擇合適的細(xì)胞數(shù)量進(jìn)行染色，當(dāng)細(xì)胞數(shù)量過(guò)多時(shí)，細(xì)胞結(jié)構(gòu)不好，導(dǎo)致染色背景深，低細(xì)胞密度，會(huì)使細(xì)胞貼壁不佳，狀態(tài)不好。

多重染色

對(duì)同一樣本進(jìn)行兩個(gè)不同抗原的檢測(cè)時(shí)，可以用各自的抗體進(jìn)行同時(shí)染色，但要求兩個(gè)一抗的種屬來(lái)源不同，標(biāo)記物不同，而二抗的種屬來(lái)源需保持一致。

降低背景

高背景是免疫熒光常見(jiàn)的問(wèn)題，解決此問(wèn)題可以用二抗來(lái)源的正常血清代替BSA做封閉液，降低抗體濃度，增加洗滌次數(shù)，洗滌至少三次，每次五分鐘，推薦洗滌液為PBS+0.05%Tween。

封片

作為免疫熒光的zui后一步，可以提高折射率，保護(hù)樣品。

數(shù)據(jù)分析

觀察整體樣片時(shí)，選擇具有代表性的細(xì)胞進(jìn)行數(shù)據(jù)獲取與分析。

詳情見(jiàn)：http://www.rockland-inc。。ｃｏｍ/IF-Microscopy-Tips.aspx?utm_source=tips&utm_medium=&utm_campaign=marker