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質粒提取常見問題分析
| 常見問題 | 可能原因 | 建議解決方案 |
| 未提出質粒或質粒得率較低 | 大腸桿茵老化 | 請涂布平板培養后，重新挑選新茵落進行液體培養。 |
| 質?？截悢档?/div> | 由于使用低拷貝數載體引起的質粒DNA提取量低，可更換具有相同功能的高拷貝數載體。 | |
| 菌體中無質粒 | 有些質粒本身不能在某些菌種中穩定存在，經多次轉接后有可能造成質粒丟失。例如，柯斯質粒在大腸桿菌中長期保存不穩定，因此不要頻繁轉接，每次接種時應接種單菌落。另外，檢查篩選所用抗生素種類和工作濃度是否正確。 | |
| 堿裂解不充分 | 使用過多的菌體培養液，會導致菌體裂解不充分，此時可減少菌體用量或增加溶液P1、P2和P3的用量。對低拷貝數質粒，提取時可加大菌體用量并加倍使用溶液P1、P2和P3，可能有助于增加質粒提取量和提高質粒質量。 | |
| 溶液使用不當 | 溶液P2和P3在溫度較低時可能出現渾濁，應置于37℃保溫一段時間，直至溶液變為清亮后才能使用。 | |
| 質粒未全部溶解（尤其質粒較大時） | 洗脫溶解質粒時，可適當加溫或延長溶解時間。 | |
| 洗脫液加入位置不正確 | 洗脫液應加在硅膠膜中心部位，確保洗脫液能*覆蓋硅膠膜的表面以達到大洗脫效率。 | |
| 洗脫液不合適 | DNA只在低鹽溶液中才能被洗脫，如TE和水；洗脫液pH值過低會降低洗脫效率，應確保洗脫液pH值在7.0-8.5之間，當用水洗脫時確保其pH值在此范圍內；洗脫時可將洗脫緩沖液在65-70℃水浴預熱，加入洗脫液后在室溫靜置2-5分鐘，可提高洗脫效率。 | |
| 洗脫體積太小 | 洗脫液體積若小于30μl，則不易*浸透硅膠膜，使洗脫效率降低；洗脫液體積若超過200μl，則所得的DNA濃度會降低，但DNA總量不會減少。為了得到較高的洗脫效率可以適當增大洗脫液體積。 | |
| 洗脫時間過短 | 洗脫時間對回收率也會有—定影響，洗脫時放置2分鐘可達到較好的效果。 | |
| 堿裂時間過長 | 加入溶液P2后裂解時間不應超過5分鐘。 | |
| 質粒純度不高 | 混有蛋白 | 菌體不要過量。經溶液P1、P2和P3處理并離心后溶液應為澄清的，如果還混有微小蛋白懸浮物，可再次離心去除。 |
| 混有RNA | RNase A處理不*，請減少菌體用量或加入溶液P3后室溫放置一段時間。若溶液P1已保存6個月以上，請在溶液P1中添加RNaseA。 | |
| 混有基因組DNA | 加入溶液P2和P3后應溫和混勻，如果劇烈振蕩，可能把基因組DNA剪切成碎片從而混雜在質粒中。如果加入溶液P2后過于粘稠，無法溫和混勻，請減少菌體用量。細菌培養時間過長會導致細胞和DNA的降解，培養時間不要超過16小時。 | |
| 含大量核酸酶的宿主菌 | 宿主菌含大量核酸酶，在質粒提取過程中降解質粒DNA，影響提取質粒DNA的完整性，好選用不含核酸酶的大腸桿菌宿主菌，如DH5α和*0。 | |
| 質粒的二聚體和多聚體形式 | 是在質粒復制過程中形成的，與宿主菌相關，電泳可檢測出多條條帶，單酶切處理后可變成單一條帶。 | |
| 乙醇殘留 | 漂洗液洗滌后應離心盡量去除柱中殘留液體，并晾干吸附柱。如果DNA已經洗脫出來，可以用酒精沉淀DNA并風干，然后再溶解。 |
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