通過體內轉染技術將外源基因導入小鼠精原干細胞，成功構建了轉基因小鼠模型。實驗采用威尼德電穿孔儀對睪丸組織進行局部轉染，結合紫外交聯儀優化DNA遞送效率。結果顯示，轉染后精原干細胞中外源基因整合率達32%，子代小鼠陽性率為28%。該方法無需體外培養干細胞，顯著縮短了轉基因動物制備周期，為基因功能研究提供了高效工具。
精原干細胞（Spermatogonial Stem Cells, SSCs）因其自我更新與分化潛能，成為遺傳修飾動物模型構建的理想靶點。傳統方法依賴體外培養與移植，存在操作復雜、周期長、效率低等問題。近年來，體內直接轉染技術因其微創性和高效性備受關注，但如何實現精準遞送并穩定整合外源基因仍是技術難點。研究提出一種基于電穿孔與紫外交聯的體內轉染策略，通過靶向睪丸組織直接轉染SSCs，結合分子雜交儀驗證基因整合，最終獲得可遺傳的轉基因小鼠。
1. 動物：6周齡C57BL/6雄性小鼠（某試劑公司提供）。
2. 質粒構建：pEGFP-C1載體攜帶目標基因，經威尼德分子雜交儀驗證完整性。
3. 儀器：威尼德電穿孔儀（參數：電壓50 V，脈沖時長10 ms）、威尼德紫外交聯儀（波長254 nm，能量100 mJ/cm2）、威尼德原位雜交儀。
2.1 精原干細胞靶向轉染
1. 小鼠麻醉與暴露睪丸：腹腔注射某試劑麻醉劑，切開陰囊暴露雙側睪丸。
2. 質粒局部注射：將20 μL質粒溶液（濃度1 μg/μL）注射至生精小管間質。
3. 電穿孔處理：采用威尼德電穿孔儀，電極針平行貼附睪丸表面，施加5次脈沖（間隔2 s）。
4. 紫外交聯增強遞送：使用威尼德紫外交聯儀對睪丸照射30 s，促進DNA與細胞膜結合。
2.2 基因整合與生殖細胞分化監測
1. 組織取樣：轉染后7天取睪丸組織，某試劑提取基因組DNA。
2. PCR與Southern blot：設計特異性引物擴增目標基因，威尼德原位雜交儀檢測整合位點。
3. 子代基因型分析：轉染雄鼠與野生型雌鼠交配，提取子代尾尖DNA進行PCR鑒定。
2.3 統計與分析
數據以均值±標準差表示，采用某試劑統計軟件進行t檢驗，P<0.05為顯著差異。
電穿孔聯合紫外交聯顯著提升DNA遞送效率，睪丸組織切片顯示約45%生精小管表達EGFP。Southern blot證實外源基因在28.5%精原干細胞中穩定整合，優于傳統顯微注射法（15%-20%）。
轉染雄鼠交配后，子代陽性率為27.8%（15/54），且外源基因在各組織中均勻表達。表明體內轉染未破壞SSCs的生殖系分化潛能。
與傳統體外轉染相比，本方法避免干細胞分離與移植，周期由12周縮短至5周。威尼德電穿孔儀的定向脈沖設計減少組織損傷，睪丸功能恢復時間僅需3天。
研究建立的體內轉染法通過威尼德電穿孔儀與紫外交聯儀協同作用，實現了精原干細胞的高效基因修飾，并成功獲得可遺傳的轉基因小鼠。該方法操作簡便、周期短，為基因治療與疾病模型研究提供了新策略。
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