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實時熒光定量 PCR（qPCR）自問世以來，就受到了廣大生命科學實驗工作者和醫院檢驗工作者的極大關注，使得該技術得到了很快的普及。雖然qPCR技術目前應用方向十分廣泛，但是仍碰到很多用戶在實驗中存在著由于不當操作而數據精度不高、重復性差、可信度差等問題。在這里，我們根據實際工作中的經驗以及參考萬謙等人[1]的研究，給大家詳細說明一些有助于提高實驗質量的操作技巧，希望能給大家帶來一定的幫助。
1、引物的操作技巧：
使用引物設計軟件進行設計時，在操作界面上設定相應的參數，擴增子參數一般設定范圍為80 ～ 200bp，擴增子長度越短，擴增效率越高，可選擇設定在110bp，110bp在后期的擴增中僅用10s，其余的參數均默認，軟件即給出引物列表，一般選用評分高或者靠前的，因為評分越高或越靠前的引物對形成引物二聚體的可能越小。
引物一般由試劑公司合成，為干粉狀態，在溶解前，最好用高速離心機低溫快速離心30s，使得引物干粉匯聚到管底，避免損失引物。引物收到后，需要先摸索引物的退火溫度和終濃度，以達到較理想的qPCR擴增效果，其次測定引物的擴增效率，通常在非正式實驗時，假定引物的擴增效率為*，擴增產物在指數期呈現2n的增長。在正式實驗時，考慮到引物的擴增效率實際不是100%，所以需要測定引物的擴增效率以修正結果。一個測定引物擴增效率的簡單方法如下: 以cDNA樣品或標準品為模板，依次稀釋 101、102、103、104、105、106 倍，采用前期摸索好的qPCR擴增條件，得到6個Cq值，然后以log（模板濃度）為X軸變量，以Cq值為Y軸變量作回歸直線圖，得到直線的斜率，擴增效率 = 10( －1 /斜率) － 1，整個數據計算可以在Excel中完成，也可在qPCR軟件中直接得出。
2、反應體系配制技巧：
正式實驗時，每個樣本至少3個重復，為了消除各重復之間的系統誤差，可配置3.2個反應體系，將所需的所有試劑和模板加在同一個PCR管中，充分渦旋混勻后，再分裝到3個重復孔中，這樣可有效減小系統誤差。另外，一些實驗者為了節省試劑，采用10μL反應體系，我們認為這是不可取的，因為體積太小，加樣誤差會大，這樣做得不償失，建議使用20μL以上的反應體積。如上操作，可以在較大程度上消除由于加樣不準造成的系統誤差。
如表1所列，“優化前”是5管中分別依次加入模板和各反應試劑，最后得到的Cq值標準偏差為2.66；“優化后”是使用模板和各反應試劑的混合液，然后分裝至5管中，最后得到的Cq值標準偏差為0. 32；由上述可見，數據精度得到極大的改善。
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