用常溫或者高溫預熱過（預熱更有利于阻止蛋白水解或者磷酸酶去磷酸化，但容易遺忘，LB久煮某些性質會改變）的1*SDSLB（或者略高1.5*）直接加到細胞或者組織上并煮樣。通常6孔板細胞80%以上密度，需200ul，其他按平板面積比類推。通常條件下，SDSLB都是過量的（因此不一定要嚴格參考SDS LB稀釋比）；如果SDSLB不夠，樣品核酸、蛋白濃度過高時，煮樣后會發現tip吸不上來，非常粘、一砣一砣的，很容易堵住tip。這時候常規做法有兩種，1.再煮5min。常規煮樣時間3-5min，樣品過濃時就煮10min；2.如果10min煮樣后，仍然吸不起來，才適當增加SDSLB，繼續煮；也可以對樣品進行超聲。煮樣時間若過長，蛋白會凝固，此時以失去繼續WB的意義，請丟棄（判斷標準：出現明顯的蛋白沉淀和水分層）
此方法的缺點，SDS LB煮過的樣品如果用來做IP，需要特殊方法，因此，這種制備方法制備的樣品有使用局限。

非變性裂解法（不討論諸如核抽提、亞細胞器分離等等了，其實類似）
裂解細胞請盡量冰上操作，減緩酶解作用。
俺前boss nature文章上的裂解液配方是：20mM Tris/HCl, pH7.6, 100mM NaCl, 20mM KCl,1.5mM MgCl2, 0.5% NP-40 and protease inhibitors （20μg/ml leupeptin,10μg/ml pepstatin A and 10 μg/mlaprotinin）（此裂解液可用于抽提核蛋白），其中蛋白酶抑制劑很復雜也很貴，其實用0.5mMPMSF替代這三種就好了；如果還要做磷酸化蛋白，加1mM Na3VO4（現加現用），10 mM NaF, 1 mM Na3VO4, 50 mMbeta-GP。
此方法的優點：NaCl濃度略低于生理狀態，保證裂解細胞的方式較為溫和，便于隨后的IP等試驗。其他Na鹽濃度的細胞裂解液也很常見，諸如0.15M（生理鹽濃度）、0.3M、0.6M（高鹽系列，裂解細胞時染色體會析出，細胞碎片和沉淀非常粘稠）及0.8-1.2M；0.3M及以下適合IP試驗，0.6M及以上適合純化蛋白，尤其相互作用較強的復合體，要得到純化的一些復合體的組成蛋白一般采用的高鹽裂解細胞。
用于核蛋白的裂解的原因是0.5% NP-40，用于破壞核膜結構；可用到1%，但此時染色體會析出，沉淀粘稠。

組織塊裂解：
組織塊較大用勻漿的方法zui合適，現在有不少轉頭很小的勻漿器。
當組織超微量的時候，比如50mg新鮮癌組織，我采用的方法是
1. 低溫（剪）攪碎，成肉糜狀。
2. 錫箔紙包裹好，放入少量液氮，快速敲擊（控制力量，盡量避免弄破錫箔紙），進一步破碎；反復多次。
3. 用上述細胞裂解液回收。

分泌型蛋白富集：
    用無血清培養基培養細胞，收集上清液用于WB檢測；如果含量過低，需要用TCA沉淀富集。
理論上，從普通培養基中收集分泌蛋白，此時對細胞生長條件的影響zui小，是*的實驗條件；但是這存在隱憂。因為含血清的培養基中含有非常豐富的BSA（牛血清白蛋白）之類的蛋白質，除非你進一步分離純化，否則直接用這種樣品去WB會有非常大的麻煩，尤其當你的蛋白在60-46kDa之間的時候；用“任何”抗體去檢測這一區間的蛋白，會有一片非常強的信號。因為此區間蛋白（主要是BSA）濃度過于富集，會非特異性粘附“任意”抗體，從而zui終被識別。同理，采用SDS LB裂解細胞制備樣品前，通常要用PBS洗滌，其目的之一是去除培養基中的BSA。
采用無血清培養基收集細胞上清除了改變細胞的生理狀態外（可能激活未知信號途徑，諸如AKT等），還會出現的問題是：
1. 即使采用了無血清收集上清，仍然有大量雜蛋白，但相對好很多。
2. 選用了上清，由于蛋白濃度太稀，通常要采用TCA沉淀富集，再重新溶解。
a. TCA沉淀對半定量操作要求非常高，因為很容易沉淀不充分或者離心操作丟失，尤其在離心過程，離心管的擺放非常講究，要180度翻轉離心兩次。
b。重新溶解時，由于蛋白需要在一定的鹽離子條件下才能重新溶解，你要摸索充分溶解的條件，相對麻煩。
實際上，如果你不是非常強調蛋白的分泌有什么生理功能，一般不建議檢測上清，尤其半定量的WB實驗檢測不同樣品間的差異。這里面有實驗操作細節的麻煩——經驗之談，我曾經參與的cancer cell文章所研究的蛋白就是分泌型蛋白，但90%的數據是celllysis；偶爾用到上清，也只是作為富集純化該蛋白的原料，為進一步分析做準備。

樣品制備完，應立即低溫保存（-20度短期（幾天）；-80度長期；例外，IP用樣品應直接進行IP，避免凍融破壞蛋白質間弱的相互作用）。SDSLB煮沸過的樣品凍融會存在另一個問題，SDS沉淀；SDS 4度就會沉淀，何況-80度。上樣前應加熱充分溶解，否則從加樣口向下拖帶（SDSLB不夠，樣品未充分溶解也會出現類似拖尾；上樣過大也會）。

在樣品制備過程中，另一個需要注意的問題是，從樣品制備的起始階段就要注意定量問題；WB本身系統誤差有20%，太細微的差別經常忽略不計。細胞樣品可以先計數再接種，短時間內即使細胞生長有差異也不會對WB結果影響太多。組織樣品，從腫瘤組織的大小（稱重）開始，裂解液的體積都是定量的，操作過程也盡量避免蛋白損失。有人會說可以電泳前蛋白定量，我將下一節討論蛋白定量的不科學性，以及裂解液成分對定量的干擾。

蛋白電泳：

電泳膠的制備、配方、緩沖液配方，請參考分子克隆。經驗之談，8%膠zui底邊約36KDa，10%zui底邊約25KDa，12%zui底部約12KDa。8%膠可以跑300KDa-36KDa之間的任意蛋白，轉膜效率對WB結果的的影響都問題不大。12%，180KDa左右，轉膜效率對WB結果的影響都問題不大（300KDa蛋白如何，沒有嘗試過）。
電泳一般采用恒流，45mA-55mA（應根據電泳儀器適當調整，要注意儀器zui高限壓；此條件適合gibco modelV16型，膠寬20cm）。采用恒流的優點，保證zui快速度完成電泳（電壓會逐漸增大），省時且減少擴散；但是由于電泳速度過快時會發熱而溶膠，所以你必須想辦法散熱。散熱不好，條帶出現波浪狀。

注意事項：
1．聚丙烯酰胺的30%母液會降解，要4度避光保存。
2．APS會失效，10%APS一般保質期才一個月左右。-20度分裝長期保存。
3．注意Tris buff的PH值，以及平時所用的水的PH值。PH值改變會使帶型非常怪異，所有蛋白和溴酚藍壓成一條細線（即便在分離膠中），如果溴酚藍前有紅色染料，那么此染料彗星式拖尾從溴酚藍一直延伸到膠底部（溴酚藍此時涌動極緩慢，位于膠中上部）
4．上下層式電泳裝置若漏液，哪邊漏液，電泳條帶往哪邊傾斜。內外式電泳裝置漏液，則裝置處于短路狀態，液體會過熱。SDS-PAGE膠可能局部自溶，條帶扭曲、變形。
5．配膠用玻璃板和邊條應及時洗凈。玻板未洗凈的壞處很多。盡管玻璃看似平滑，但是一些細微的凹陷處會凝結肉眼無法分辨的膠顆粒（摸上去疙疙瘩瘩），其壞處是，在該部位極易導致不均勻的膠塊，樣品經過該處或電泳散熱不好，條帶變形。如果是RNA的超薄膠，膠板的顆粒會導致局部巨大氣泡，非常難于清除；蛋白膠也會導致一些小氣泡的產生。玻板沒洗凈的另一個壞處是，由中學物理知識可知，玻璃表面越光滑粘附越牢，未洗凈的玻板會削弱和膠體間的粘附力，拔梳子或邊條時會產生微小的錯動，膠體下部出現大量氣泡（夾在玻板和膠之間，這個關系不大）；嚴重的錯動會使上樣時，樣品從膠和玻璃之間的間隙漏光，或者甚至膠和玻板分開。為避免拔梳子時的錯動，可在電泳緩沖液中拔梳子（比水更好，有SDS潤滑）。
判斷玻板是否洗干凈，用手摸一下有沒有疙疙瘩瘩的；用洗潔精之類，洗衣粉、肥皂都不好用。
6．上樣時，不要把tip深入膠孔過深（或者采用細的拉長的上樣槍頭），可能會錯開膠和玻板，樣品會泄露。
7．未加樣的孔應添加高濃度SDS LB平衡，否則zui外側條帶會拉寬變形。通常20ul樣品（含5ul 4*SDS LB），可用8-8.5ul4*SDSLB平衡。同理，點marker的lane也要加入同樣體積的LB。LB若在室溫放置太久和新鮮的在比重上會有差異，在新舊LB靠近的地方，條帶會拉寬或擠壓變形。因此，同一塊膠上，煮樣及填空白所用LB應一致。LB應-20度保存。
8．增加上樣量不一定會提高熒光信號強度。增加上樣量的后果通常只能是讓你的內參粘連，所有的蛋白條帶都扭曲變形。因為增加上樣量zui多只能提高幾倍，而WB靈敏度是以10的幾次冪量級的，所有目的蛋白信號的*方案就是IP富集（可特異提高目的蛋白濃度數百數千倍，并去除其它雜蛋白干擾）。增加上樣量的另一個壞處是，本來高表達的蛋白，諸如內參，在同樣WB條件下，可能出現熒光灼燒式粹滅（一晃而滅）或者條帶中空。
仍以6孔板80%以上匯合度為例，細胞裂解液和SDSLB通常都是投入200ul（zui少80ul，這樣面積的培養板如果裂解液投入太少，回收時的損失就太大，上樣就很難做到一致），而這種濃度條件下制備的樣品，電泳時上樣量要控制在5-6ul，zui少2.5ul，zui多10ul，10ul時內參基本已經開始粘連成一條線，帶型出現波浪紋；當然并非不可以多上樣，再多對WB結果影響不大（沒有的仍然沒有），且條帶都很丑。
9.不同樣品上樣時，可考慮將樣品體積調成一致或類似。如果一組IP樣品和一組細胞裂解液樣品，前者通常洗脫體積為15ul，剛好+5ul 4*SDSLB達到常規20ul上樣體積；后者第8點提到只上5ul，同樣+5ul SDS LB（比重同，不會互相擠壓），補加10ulDDW使總體積一致。通常這樣不同條件獲得的樣品，中間用“空白”泳道隔開（空白僅指無蛋白，仍應加入8-8.5ul 4*SDSLB），這樣才能確保每條帶都很美觀。
10. SDSPAGE膠配好暫時不用時，需用電泳緩沖液灌滿空間（拔去梳子和底邊邊條后的間隙），用保鮮膜包裹防止液體蒸發，短期室溫或稍長期4度保存。個人習慣為，灌好分離膠用飽和的正丁醇灌滿上層，保鮮膜包裹，次日再灌堆積膠。兩種方案都可以。所以如果預計次日工作量較大，可以提前灌好SDS PAGE。

樣品是否一定需要定量再上樣？——不是的，這是浪費時間的一個操作。
我們首先來討論一下蛋白定量的科學性。
蛋白定量首先需要一個參照系（標準蛋白），參照蛋白通常選擇BSA，也就是說你所謂的定量是對應于BSA的濃度的一個參照值。這里面存在一個問題，即忽略了蛋白折疊和空間構象對光吸收、折射的影響；不同的蛋白折疊和構象還會影響顏料分子的嵌入。因此你其實默認將所有的蛋白等同于BSA在溶液中的折疊狀態、光吸收情況下，然后做出的一個相對判斷，這就存在一個“系統誤差”——還不算上測量誤差等等，就已經很不準確了。
其次，裂解組織或細胞的時候，那些裂解液中，某些溶劑本身會使CoomassieG250或者Bradford法（實際也是Coomassie染色）顯色，尤其是去污劑之類；例如NP40，就會使Coomassie顯藍色，可以*覆蓋掉蛋白與Coomassie作用產生的藍色。因此，如果你的裂解液里面含有這類物質，所謂的蛋白定量實際是NP40顏色和蛋白染色的疊加，根本不會符合標準蛋白曲線的線性規律，自然定不準。【需要說明：我目前只知道NP40會這樣，因為我們從來不去定量，沒有做過更深入的研究。】
實際上保證你的內參一致，是從樣品制備開始的，上節末尾有提到，不贅述。如果你從制備樣品時就注意過定量問題，實際上通常內參差別不會太大。如果真的有差別，通常我們會先跑少量的樣品，目的是讓Actin或tubulin更清晰、不會粘連、不會過曝光。從而在第二輪跑正式結果前，根據*輪的內參的熒光信號做微調，大致能做到相當；zui多可能需要第三輪。以上的試驗可以到0.1ul差異（我很多體外生化試驗之前的調整酶量就是這樣進行，此時根本不可能有足夠的蛋白讓你去定量）。當然憑曝光強弱調整上樣量的前提是，你的WB技術很穩定，很可靠，這是需要相當多的經驗積累，如果你一時掌握不了，可以讓經驗更豐富的師兄師姐或者導師幫忙。
    順便提到，有人問過用Quantity One等定量軟件對光密度定量后計算差別從而調整上樣體積是否可以？——不可以。因為WB結果經過多重放大，計量只代表相對于對照組的相對比值，與實際比值還是有誤差，所以按計算值更改上樣量仍會出現偏差。
如果非要做定量的話，要注意你的裂解液配方，把每種溶劑都先加入到顯色液中嘗試一下，避免那些本身會顯色的物質出現在你的裂解液中；當然，某些物質的去除可能影響對組織蛋白的提取。所以這是一個兩難的問題。

轉印——轉印效率對WB結果的影響并不如書本和網絡上宣揚的那么大！

    首先必須澄清的是，很多時候新手會把WB結果無信號歸咎于轉膜不夠充分，實際上轉膜效率對zui終結果的影響所占比重并不高，真正取決定性因素的是抗體識別能力的強弱，以及如何正確使用抗體，這個問題下節討論。
有一個簡單的例證，Biorad提供的3mm厚濾紙初次使用時，通常轉膜效果不理想（從預染的marker深淺可知），但對多數一般豐度的蛋白的檢測沒有任何影響（建議少用這種新濾紙做那種含量特別或者轉膜非常困難的蛋白）。沒有很好的策略可以解決這個新濾紙的問題；嘗試過浸泡（會泡爛的）、預電泳（會稍微好點）等等，效果均不理想。通常，zui初一兩次的使用就是用于轉一般蛋白。每次用完后清水稍微沖洗一下表面鹽分（要控制水流；水流太大，紙張會爛掉的），晾干再用；只要沒沖爛可以一直反復使用。
其次，盡管轉膜效率不起決定性作用，但由于WB的流程相對較長，所以每個步驟的疊加作用會被級數放大，因此在試驗的每個步驟我們仍會力求更好，因此以下仍會深入探討如何提高轉膜效率。

針對提高轉膜的效率，個人認為zui先應該考慮到的是儀器的選用。
這里不是歧視“made inChina”，國內的廠家很少注重不斷提高自己產品的品質，走低端策略，對于電泳儀這種技術含量不高的儀器倒可以湊合；但說到轉膜儀，能把一個簡單的勻場電極做好的還真不多（就我道聽途說的，國外廠家為了使電極之間場強更加均勻，那種大塊金屬板表面是鍍過極薄的白金層）；因此轉膜效率和均勻方面孰優孰劣不言而喻。目前，個人使用過的國產電轉槽（濕轉）唯Tanon仿Biorad的還可以（算替它們免費打個廣告吧，Tanon仿bioradmini3型電泳儀，在某些方面（主要是操作）上還優于Biorad原裝；目前我認為“中國制造”的靈魂就是仿造并超越前者）；半干轉儀一律進口，用過Biorad、amersham和英國公司的scie－plas。
PS：批評一下Biorad。Biorad的半干轉儀，其硬質塑料外殼會莫名其妙的碎裂（絕非摔裂、磕碰，因為底面一般放在桌上后除定期需要清洗去除殘留鹽漬，基本不會移動；即便如此它自然就會碎裂），以致于其核心組件未壞的情況下，因外殼碎裂不得不報廢該儀器（其外殼里包裹電源線，外殼碎裂，電源則無法接通，導致儀器報廢——我們先后買過3臺都是這樣的毛病，其間間隔了3年，不能肯定近來Biorad有沒有改進這個問題；如果沒有，我想市場遲早會被其他公司所取代）
對這三款產品，Biorad的外殼有明顯的質量缺陷，容易過早報廢；amersham*的蜂窩式設計確實對轉膜效率有所提高，但蜂窩式使得與“三明治”的接觸面減少，電轉時散熱不太好，做大蛋白（半干轉儀也可以做大蛋白轉膜，效率確實不如濕轉，但抗體好、蛋白豐度一般時仍可采用）長時程（3hrs）轉膜需要在4度冰柜或cold room進行；英國的產品，價格較高，公司不太出名國內不一定有代理，但質量和散熱都非常好。